В настоящее время группа макролидов насчитывает более десяти различных антибиотиков. Все они имеют определенное структурное сходство с эритромицином, отличаясь от него по количеству атомов углерода в лактонном кольце и характеру боковых цепей. Макролиды можно классифицировать по химической структуре и по происхождению.
Химическая классификация предполагает разделение препаратов на 3 группы, в зависимости от числа атомов углерода в лактонном кольце - 14-, 15- и 16-членные, причем 15-членные препараты правильнее называть не макролидами, а азалидами, так как в кольцо включен атом азота (рис. 1).
Рис. 1. Классификация макролидов
В последнее время все большее внимание уделяют характеру сахаров, составляющих боковые цепи, так как они, например, определяют действие макролидов на синегнойную палочку.
По происхождению макролиды подразделяются на природные, полусинтетические и пролекарства. Последние представляют собой эфиры, соли и соли эфиров природных макролидов, которые характеризуются улучшенным вкусом, большей кислотоустойчивостью и более высокой и стабильной биодоступностью при приеме внутрь по сравнению с исходными продуктами, выпускаемыми в виде оснований.
Структурные особенности различных макролидов предопределяют прежде всего (1) различия в их фармакокинетических характеристиках, (2) особенности антибактериальной активности, (3) переносимости и (4) возможности взаимодействия с другими лекарствами. В то же время все макролидные антибиотики обладают одинаковым механизмом антимикробного действия и имеют в целом близкие спектры активности. Механизмы развития резистентности микрофлоры к ним также являются близкими, но тем не менее есть различия между 16-членными и другими макролидами.
Антимикробное действие макролидов обусловлено нарушением синтеза белка на этапе трансляции в клетках чувствительных микроорганизмов. Молекула антибиотика способна обратимо связываться с каталитическим пептидил-трансферазным центром (P-site) рибосомальной 50S-субъединицы и вызывать отщепление комплекса пептидил-тРНК (представляющего собой растущую пептидную цепь) от рибосомы. При этом нарушается цикличность последовательного присоединения пептидной цепи к пептидил-трансферазному центру (P-site) и акцепторному аминоацил-тРНК-центру (A-site) 50S-субъединицы, то есть ингибируются реакции транслокации и транспептидации (рис. 2). В результате приостанавливается процесс формирования и наращивания пептидной цепи. Связывание макролидов с 50S-субъединицей возможно на любой стадии рибосомального цикла [1,2]. Выявлено, что 14- и 16-членные макролиды отличаются по особенностям связывания с различными доменами пептидил-трансферазного центра (рис. 3).
Рис. 2. Механизм синтеза белка в рибосоме микробной клетки.
(M - точка приложения действия макролидов)
По P. Vanuffel, C. Cocito (1996) [2]
Связывание с 50S-субъединицами рибосом характерно также для таких антибиотиков, как линкосамиды*, стрептограмины** и хлорамфеникол. Несмотря на то, что по особенностям связывания с доменами пептидил-трансферазного центра данные антибиотики отличаются от макролидов, при одновременном назначении между ними возможна конкуренция и ослабление антимикробного эффекта [4].
ВИР-S - виргиниамицин-S; ЭРИТ - эритромицин; ВИР-М - виргиниамицин-М; СПИР - спирамицин; ЛИН - линкомицин
Рис. 3. Участки связывания различных антибиотиков с 50S-субъединицей рибосомы.
По M.Di Giambattista и соавт. (1987) [3]
* К линкосамидам относятся линкомицин и клиндамицин.
** Стрептограмины - новый класс антибиотиков, имеющих некоторое структурное сходство с макролидами. Наиболее перспективным является комбинированный препарат хинупристин/дальфопристин (Synercid®), обладающий in vitro высокой активностью против множественнорезистентных штаммов стафилококков и ванкомицинрезистентных E.faecium.
Характер антимикробного действия макролидов обычно является бактериостатическим. Тем не менее в определенной степени он зависит от концентрации антибиотика в очаге инфекции, вида микроорганизма, фазы его развития и степени микробной обсемененности. В высоких концентрациях (в 2-4 раза превышающих МПК) и особенно в отношении тех микроорганизмов, которые находятся в фазе роста, макролиды могут оказывать бактерицидное действие. Подобным образом они действуют на b-гемолитический стрептококк группы А, пневмококк, менингококк, возбудителей коклюша и дифтерии [5,6]. В то же время против золотистого стафилококка макролиды в большинстве случаев проявляют бактериостатический эффект.
Микробиологическая активность макролидных антибиотиков in vitro зависит от ряда факторов, во-первых, от рН среды. При этом изменение активности может быть связано не с нарушением химической структуры макролидов, а с их ионизацией в условиях повышенной кислотности, следствием чего является снижение проницаемости через цитоплазматическую мембрану бактерий. Поскольку макролиды являются слабыми основаниями, их активность возрастает в щелочной среде (рН 5,5-8,5), так как при этом они меньше ионизируются и лучше проникают внутрь микробной клетки [7]. Оптимальный эффект эритромицина, кларитромицина и особенно азитромицина проявляется при рН > 7,5, в то время как при рН < 7,0 он падает [8]. Активность азитромицина против M.pneumoniae при рН 7,7 в 32 раза выше, чем при рН 6,7 [9].
Во-вторых, активность снижается при повышении содержания С02 в инкубационной атмосфере. Это особенно характерно для так называемых капнофильных микроорганизмов, требующих для своего роста повышенной концентрации (до 5%) углекислоты, таких как S.pneumoniae, S.pyogenes, H.influenzae. В то же время определение чувствительности диско-диффузионным методом, разведением в агаре, Е-тестами требует инкубации с повышенным содержанием С02. Вследствие этого отмечается повышение величин МПК макролидов, что иногда приводит к ложноположительной оценке резистентности, причем наиболее чувствительным препаратом является азитромицин [10]. В настоящее время рассматривается вопрос о пересмотре критериев интерпретации при определении чувствительности капнофильных микроорганизмов при повышенном содержании углекислоты. Таким образом, при сравнении данных по чувствительности S.pneumoniae, S.pyogenes, H.influenzae, полученных в различных лабораториях, следует обязательно вникать в детали микробиологического тестирования.
В-третьих, оказывает влияние различное содержание в среде катионов Са и Mg. Во многих случаях это объясняет вариации данных по микробиологической активности макролидов in vitro [11].
В последние годы значение определения чувствительности микроорганизмов к макролидным антибиотикам in vitro возрастает в связи с появлением и распространением резистентности у ранее чувствительных к ним бактерий, а также в связи с необходимостью знания эпидемиологической ситуации для эмпирической антимикробной терапии при респираторных и других инфекциях.
Выбор видов микроорганизмов для определения чувствительности к макролидам определяется спектром активности этих препаратов. В обычной лабораторной практике исследуют чувствительность к макролидам у S.pyogenes, пневмококков, золотистых и коагулазонегативных стафилококков, гемофильной палочки (азитромицин) [12]. В некоторых специализированных лабораториях определяют чувствительность кампилобактеров, Н.pylori, "атипичных" возбудителей (хламидий, микоплазм, уреаплазм, легионелл), M.avium и анаэробов.
Современные стандартизированные методы определения чувствительности к антибиотикам подразделяются на методы серийных разведении (в агаре и бульоне, метод микроразведений) и диффузионные (диско-диффузионный метод и метод Е-тестов) [13,14]. Методы серийных разведении и Е-тесты позволяют получить количественную характеристику чувствительности микроорганизмов - МПК антибиотика в отношении данного возбудителя, а диско-диффузионный метод является полуколичественным и позволяет подразделить все штаммы на три категории - чувствительные, умеренно-резистентные и резистентные, но при регистрации и анализе диаметра зон он в ряде случаев приближается к количественным методам.
Методы разведений являются достаточно сложными, трудоемкими и используются в основном при исследовании новых антибиотиков, при проведении научных проектов, в рамках эпидемиологического надзора за лекарственной устойчивостью микроорганизмов.
Диско-диффузионный метод представляет наиболее простой, удобный и широко используемый метод при рутинном микробиологическом исследовании чувствительности к антибиотикам обычных быстрорастущих и некоторых микроорганизмов со сложными питательными потребностями (стрептококки, пневмококки, гемофилы, гонококки) [15]. Этот метод основан на регистрации диаметра зоны подавления роста микроорганизма вокруг бумажного диска с антибиотиком. В определенных пределах величина диаметра зоны подавления роста пропорциональна величине МПК, поэтому диско-диффузионный метод позволяет косвенно судить о величине МПК. Оценка результатов проводится с использованием критериев интерпретации, разработанных на основе корреляции значений диаметров зон подавления роста и МПК антибиотика.
Однако необходимо помнить, что на результаты определения чувствительности могут влиять многие факторы, такие как состав, рН, толщина и равномерность слоя питательной среды, плотность микробной взвеси (инокулюм), скорость роста микроорганизма и возраст культуры, условия инкубации (температура, атмосфера), содержание антибиотика в диске и скорость диффузии его в агар и т. д. [16]. Поэтому эта методика требует строгой стандартизации: использования строго определенного агара, соблюдения правил приготовления инокулюма, условий инокуляции и инкубации чашек, правильного и регулярного проведения процедур по контролю качества.
Необходимо отметить, что макролиды являются одной из тех групп антимикробных препаратов, которые наиболее "требовательны" к соблюдению условий определения чувствительности для получения корректных результатов, причем основными факторами, влияющими на результаты, являются рН питательной среды и атмосфера инкубации (повышенное содержание CO2), что в конечном итоге также приводит к изменению рН агара.
Известно, что макролидные антибиотики наиболее активны при рН>7,5 и наименее - при рH<7,0. Для объяснения этого эффекта Fiese и Steffen [17] в 1990 году была предложена следующая гипотеза. У основных радикалов молекул макролидных антибиотиков, в частности эритромицина и азитромицина, рК составляют 8,4-8,8. Поэтому при рН равном 8,0 молекулы макролидов в неионизированном состоянии легче проникают через цитоплазматическую мембрану микробной клетки и связываются с рибосомами. Поскольку значение рН внутри клетки более нейтрально (рН 7,2), чем вне ее (рН 8,0), внутри клетки происходит большая ионизация молекул макролидов, что приводит к накоплению антибиотиков внутри клетки. Если рН питательной среды равно 6,0, то молекулы макролидов полностью ионизируются и практически не способны проникать через цитоплазматическую мембрану бактериальной клетки. Так как молекула азитромицина содержит два основных радикала, а эритромицина только один, то азитромицин более чувствителен к изменениям рН среды. В других исследованиях было показано, что наиболее чувствительны к изменениям рН азитромицин и диритромицин (их МПК при рН 7,2 ниже на 3-4 двойных серийных разведения, чем при рН 8,0), менее чувствительны - эритромицин, рокситромицин, кларитромицин, флуритромицин и спирамицин (различие в МПК - 1-2 разведения) и наиболее стабильны - миокамицин, джосамицин и рокитамицин (МПК не изменялись или не отличались более чем на 1 разведение при различных значениях рН) [18,19].
Влияние повышенного содержания CO2 в атмосфере инкубации на активность макролидных антибиотиков in vitro показано многими авторами. Доказано, что присутствие 5% CO2 приводит к очень быстрому - в течение 1 часа - снижению рН питательной среды с 7,3 до 7,1, что существенно уменьшает активность макролидов [8].
При определении чувствительности к макролидам у капнофильных бактерий (пневмококки, другие стрептококки, гемофильная палочка) возникает дилемма, так как для хорошего роста эти микроорганизмы нуждаются в присутствии в атмосфере 5% СО2. Поэтому определение чувствительности диско-диффузионным методом, методом разведения в агаре и Е-тестами требует инкубации в атмосфере с повышенным содержанием СО2. Только при использовании метода макро- и микроразведений в жидкой питательной среде инкубацию проводят в обычной атмосфере. Вследствие этого отмечается повышение МПК макролидов на 1-8 разведений при использовании метода Е-тестов или разведения в агаре по сравнению с методом микроразведений, что показано при тестировании пневмококков к эритромицину, азитромицину и кларитромицину [8,10,20], пиогенных стрептококков к азитромицину [10], гемофильной палочки к эритромицину, кларитромицину, диритромицину и азитромицину [8,21], что может привести к завышению уровня резистентности к макролидам.
Аналогичный эффект сниженного рН и инкубации в атмосфере с повышенным содержанием СО2 был показан при определении чувствительности штаммов стафилококков и грамотрицательных бактерий к эритромицину и азитромицину [16]. Однако эти данные не имеют большого практического значения, так как согласно стандартным процедурам при тестировании стафилококков инкубацию следует проводить в обычной атмосфере, а определение чувствительности грамотрицательных бактерий (кроме гемофильной палочки) к макролидам вообще не проводится.
Гемофильная палочка (H.influenzae) представляет собой еще одну проблему при определении чувствительности к антибиотикам вообще и макролидам в частности. При тестировании гемофильной палочки необходимо использовать специальный агар НТМ. При использовании других питательных сред (например, шоколадного агара) результаты определения чувствительности могут значительно отличаться от полученных на НТМ. Кроме того, для хорошего роста H.influenzae также требуется повышенное содержание СО2. Однако даже при самом строгом соблюдении рекомендаций NCCLS при тестировании H.influenzae к макролидам диско-диффузионным методом выявляется более 50% ошибок в интерпретации результатов. Поэтому рекомендуется использовать Е-тесты как наиболее достоверный и простой количественный метод [22].
Для стандартизации процедуры определения чувствительности разработаны национальные и интернациональные стандарты по методике выполнения тестирования и соответствующие критерии интерпретации результатов. Такие стандарты существуют в Германии (DIN), Великобритании (BSAC), Франции, скандинавских странах, США (NCCLS).
В России таким стандартом продолжают служить Методические указания по определению чувствительности микроорганизмов к антибиотикам методом диффузии в агар с использованием дисков Минздрава СССР, опубликованные в 1983 году [23]. Однако эти стандарты не описывают методики определения чувствительности "привередливых" микроорганизмов, таких как пневмококки, стрептококки, гемофильная палочка, и не содержат критериев интерпретации результатов определения чувствительности к новым макролидным антибиотикам, а только к эритромицину и олеандомицину.
Наиболее полно разработанными и широко используемыми в международной практике являются стандарты Национального комитета по клиническим лабораторным стандартам - NCCLS (National Committee for Clinical Laboratory Standards), США, которые регулярно пересматриваются и по мере необходимости корректируются.
В международной практике основной питательной средой для определения чувствительности к антибиотикам является среда Мюллер-Хинтон. Проблемы, возникающие при тестировании микроорганизмов с особыми требованиями к среде, могут быть решены путем внесения в агар различных добавок. Для тестирования пневмококков и стрептококков агар Мюллер-Хинтон обогащают 5% дефибринированной бараньей крови, для тестирования гемофильной палочки в агар Мюллер-Хинтон вносят 5 мг/мл дрожжевого экстракта и факторы Х (гематин) и V (НАД) по 15 мкг/мл. Эта пропись получила название Haemophilus Test Medium (англ.) - НТМ, - и является единственной питательной средой, рекомендованной в международной практике для определения чувствительности H.influenzae к антибиотикам [12].
В практике бактериологических лабораторий России для определения чувствительности микроорганизмов к антибиотикам используется питательная среда АГВ. Для тестирования стрептококков и пневмококков, согласно отечественным правилам рекомендуется использовать среду АГВ, обогащенную 5% дефибринированной или гемолизированной крови. Критерии интерпретации результатов определения чувствительности стрептококков и пневмококков на среде АГВ с кровью не разработаны. Рекомендаций по тестированию гемофильной палочки эти указания вообще не содержат. Поэтому в практике отечественных лабораторий для определения чувствительности гемофильной палочки используют самые разнообразные варианты сред (шоколадный агар, шоколадный агар с Изовиталексом и др.), что приводит к получению недостоверных и не сравнимых между собой результатов.
Нами было проведено исследование возможности использования среды АГВ вместо агара Мюллер-Хинтон для определения чувствительности микроорганизмов к 16-членному макролидному антибиотику мидекамицину. Тестирование было проведено в соответствии с методикой NCCLS. Было обнаружено, что при тестировании штаммов стафилококков, b-гемолитических стрептококков и пневмококков (использовали среду АГВ с 5% дефибринированной человеческой крови) диаметры зон подавления роста вокруг дисков с мидекамицином на среде АГВ не отличаются от полученных на агаре Мюллер-Хинтон. При тестировании штаммов гемофильной палочки на средах, приготовленных на основе АГВ (шоколадный агар, агар с дрожжевым экстрактом и факторами Х и V), диаметры зон значительно отличались от полученных на НТМ.
Таким образом, необходимо проведение дальнейших исследований, направленных на изучение возможности использования отечественной среды АГВ вместо агара Мюллер-Хинтон для определения чувствительности различных бактерий к современным макролидам, разработку критериев интерпретации результатов, а также стандартных методик тестирования микроорганизмов со сложными питательными потребностями.
В большинстве случаев отмечается полная перекрестная резистентность к макролидным антибиотикам. Поэтому на практике обычно определяют чувствительность грамположительных микроорганизмов (стрептококков и стафилококков) только к одному антибиотику из группы макролидов - обычно к эритромицину. Однако в отношении штаммов стафилококков, обладающих индуцибельной резистентностью к эритромицину, связанной с метилированием 23S фрагмента 50S-субъединицы рибосом, 16-членные макролиды (джосамицин, спирамицин, мидекамицин) проявляют активность in vitro и считаются возможной альтернативой в клинической практике. Для определения типа резистентности к макролидам у стафилококков (индуцибельный или конститутивный) используют диско-диффузионный тест для выявления антагонизма между линкомицином и эритромицином in vitro - специфического признака индуцибельного типа резистентности к макролидам, линкосамидам и стрептограминам (MLSB-тип резистентности). В этом случае штамм считается резистентным к 14- и 15-членным макролидам, но чувствительным к 16-членным макролидам и линкосамидам. В случае конститутивного типа MLSB резистентности штаммы стафилококков резистентны ко всем без исключения макролидам и линкосамидам.
В приложении I-II приведена суммарная информация по определению чувствительности к макролидным антибиотикам диско-диффузионным методом. Приведенная информация в основном соответствует стандартам NCCLS 1997 года, часть данных приведена из Доклада комитета по антибиотикам Французского общества микробиологов (SFM) в 1996 году.
Эритромицин, являющийся "золотым стандартом" среди антибиотиков класса макролидов, обладает высокой активностью прежде всего против грамположительных кокков, таких как b-гемолитический стрептококк группы A (S.pyogenes), пневмококк (S.pneumoniae), золотистый стафилококк (S.aureus), исключая метициллинорезистентные штаммы последнего.
Кроме того, он хорошо действует на возбудителя коклюша (B.pertussis), дифтерийную палочку (C.diphtheriae), моракселлу (M.catarrhalis), легионеллы (Legionella spp.), кампилобактеры (Campylobacter spp.), листерии (Listeria spp.), хламидии (C.trachomatis, C.pneumoniae), микоплазмы (M.pneumoniae), уреаплазмы (U.urealyticum).
Эритромицин умеренно активен против гемофильной палочки (H.influenzae), боррелий (B.burgdorferi) и некоторых бактероидов, включая B.fragilis. В то же время он практически не действует на грамотрицательные бактерии семейства Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp. и Acinetobacter spp., поскольку не проникает через оболочку клеток данных микроорганизмов [24].
Другие макролиды, имея в целом сходство по спектру и выраженности антимикробной активности с эритромицином, обладают некоторыми отличительными особенностями. С практической точки зрения представляет интерес сопоставление их эффекта в отношении следующих категорий микроорганизмов [25]:
Действия отдельных макролидных антибиотиков на быстро размножающиеся пиогенные кокки не имеет принципиальных различий (табл. 1).
Таблица 1. Активность макролидов против пиогенных кокков (МПК50, мг/л)
По J.D. Williams, A.M. Sefton (1993) [25]
|
Обращает на себя внимание превосходство азитромицина над другими препаратами по активности против N.gonorrhoeae. Наиболее слабым действием на гонококк обладает диритромицин.
В отношении S.aureus (чувствительного к метициллину) наилучший эффект проявляет кларитромицин, несколько слабее действует эритромицин и азитромицин, а наименее выраженной активностью обладает джосамицин и спирамицин. Ни один из макролидов практически не действует на штаммы S.aureus, устойчивые к эритромицину [26].
Коагулазонегативные стафилококки обладают примерно одинаковой чувствительностью к эритромицину, диритромицину и миокамицину [27,28]
Кларитромицин превосходит другие макролиды по действию на S.pyogenes, второе место по эффективности занимает эритромицин. Согласно данным Bauernfeind (1993), кларитромицин проявляет также наиболее выраженный, по сравнению с другими препаратами, эффект против стрептококков группы В (S.agalactiae) [26].
Все препараты обладают примерно равноценным по выраженности действием против пневмококка. Согласно некоторым данным, 16-членные макролиды - спирамицин и джосамицин - могут действовать на штаммы пневмококка, резистентные к пенициллину и эритромицину [29].
Активность макролидов против зеленящих стрептококков, выделенных у больных с нейтропенией в период с 1988 по 1994 год, в целом оказалась низкой, особенно в отношении пенициллинрезистентных штаммов (табл. 2), что ставит под сомнение рекомендации об их применении у таких пациентов для профилактики бактериемии [30].
Таблица 2. Активность макролидов против зеленящих стрептококков, выделенных у пациентов с нейтропенией.
По F. Alcaide и соавт. (1995) [30]
|
S - штаммы, чувствительные к пенициллину; I - штаммы, умереннорезистентные к пенициллину;
R - штаммы, резистентные к пенициллину
Энтерококк проявляет наибольшую чувствительность к спирамицину, а наименее чувствителен к рокситромицину, азитромицину и джосамицину. Однако это не имеет большого клинического значения, так как макролиды при лечении инфекций, вызванных энтерококками, не применяется.
Против анаэробных кокков наиболее активными являются кларитромицин, азитромицин, джосамицин и спирамицин, а наименее - диритромицин.
Метициллинорезистентные штаммы S.aureus устойчивы к любым макролидам [19,26]
Азитромицин превосходит другие макролиды по действию на грамотрицательные бактерии, в частности, по активности против H.influenzae, M.catarrhalis (табл. 3) и P.multocida. Ампициллинорезистентные штаммы H.influenzae могут быть несколько более устойчивыми к макролидам, чем ампициллинчувствительные [26].
Таблица 3. Активность макролидов против грамотрицательных микроорганизмов (МПК* in vitro)
По J.D. Williams (1993), A.M. Sefton (1993) [25], A. Bauernfeind (1993) [26], J.F. Desnottes (1996) [31]
|
* для B.fragilis указаны значения МПК50, для других микроорганизмов - диапазон МПК
Все макролиды, кроме диритромицина, активны против Bacteroides spp. В отношении B.fragilis умеренной активностью обладают эритромицин, кларитромицин, азитромицин, и джосамицин. Рокситромицин и спирамицин действует на него слабо, а к диритромицуну B.fragilis полностью устойчив.
Микроорганизмы семейства Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp. и Acinetobacter spp. обладают природной устойчивостью к макролидам.
Азитромицин является наиболее активным среди макролидных антибиотиков против C.jejuni - МПК90 его равна 0,5 мг/л. Величины МПК90 эритромицина, кларитромицина и рокситромицина составляют 4,4 и 16 мг/л соответственно. Никаких различий в действии макролидов на хинолончувствительные и хинолонрезистентные штаммы кампилобактера не установлено [32]. Кларитромицин превосходит другие макролиды по действию на L.pneumophila и H.pylori [33,34].
Макролиды обладают довольно высокой активностью против хламидий, микоплазм и уреаплазм (табл. 4). Исключение составляют генитальные микоплазмы (M.hominis), в отношении которых наиболее отчетливой микробиологической активностью обладает только мидекамицин (миокамицин). Кларитромицин проявляет наиболее сильный среди других препаратов эффект против C.trachomatis. Диритромицин и мидекамицин слабо действуют на C.psittaci.
Таблица 4. Активность макролидов против внутриклеточных возбудителей (МПК in vitro)
По J.F. Desnottes (1996) [31], G.L. Ridgway (1995) [35], G. Gialdroni Grassi, C. Grassi (1995) [36]
|
Широко распространенное у ряда врачей мнение о резистентности к макролидам C.trachomatis не имеет под собой никаких научных оснований и не подтверждается какими-либо объективными данными.
Активность макролидных антибиотиков in vitro против T.gondii, которые относятся к классу простейших и паразитируют внутриклеточно, исследовалась различными методами. Выявлено, что практически все макролиды оказывают ингибирующее действие на токсоплазмы, но не вызывают полной их гибели. Наиболее высокой активностью обладают спирамицин, азитромицин, кларитромицин и рокситромицин [37]. Азитромицин, кроме того, действует in vitro на цисты T.gondii [38]. Некоторые из макролидов - спирамицин, азитромицин, рокситромицин - активны в отношении криптоспоридий (Cryptosporidium spp.).
Кларитромицин, азитромицин и рокситромицин превосходят эритромицин по действию на так называемый комплекс внутриклеточных атипичных микобактерий - M.avium [39], который является частым возбудителем оппортунистических инфекций у больных со СПИДом. Согласно некоторым данным, наиболее высокой активностью против M.avium обладает кларитромицин, который in vitro в 4 раза превосходит азитромицин [40].
Кроме того, кларитромицин лучше, чем эритромицин и азитромицин, действует на M.leprae [41].
Как уже отмечалось выше, эритромицин умеренно активен против B.burgdorferi. Более высокой активностью против этого микроорганизма обладают новые макролиды - азитромицин, кларитромицин, рокситромицин и диритромицин [42].
Мидекамицин несколько сильнее, чем эритромицин, действует на C.diphtheriae. В то же время джосамицин уступает другим макролидам по действию на этот микроорганизм.
В отношении B.pertussis наивысшую активность проявляют эритромицин и кларитромицин, а наиболее слабым действием обладают рокситромицин и джосамицин [26].
| © 2000-2007 НИИАХ СГМА |
|